بهینه‌سازی انتقال ژن به عدس (Lens culinaris Medik.) با استفاده از آگروباکتریوم

نوع مقاله : مقالات پژوهشی

نویسندگان

• فاطمه ذاکر تولایی ¹
• عبدالرضا باقری ²
• بهزاد قره یاضی ³
• کایران کمار شارما ⁴

¹ مجتمع اموزش عالی شیروان

² دانشگاه فردوسی مشهد

³ - پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران

⁴ انستیتو تحقیقات بین المللی محصولات نیمه گرمسیری( ICRISAT)

10.22067/ijpr.v8i2.52960

چکیده

عدس از جمله حبوبات مهم در ایران است که با توجه به وقوع تنش‌های مختلف در مناطق کشت آن در کشور، اصلاح آن جهت افزایش تحمل به تنش‌های زیستی و غیرزیستی از اهمیت بسزایی برخوردار است. در این زمینه، کارآیی استفاده از فناوری‌های نوین از جمله کشت این‌ویترو و انتقال ژن، قابل‌توجه می‌باشد. در این مطالعه بهینه‌سازی انتقال ژن به عدس با استفاده از ژن گزارشگر gus با واسطه اگروباکتریوم تومیفاشینس انجام شد. در این پژوهش اثر عواملی مانند نوع ریزنمونه، آنتی‌بیوتیک مورد استفاده، غلظت باکتری، مدت‌زمان کشت مشترک، تأثیر استوسرینگون، بر موفقیت تراریزش بررسی شدند. نتایج پژوهش نشان داد که ریزنمونه لپه شاخه‌دارشده روی محیط کشت دارای سیتوکنین پس از حذف سرشاخه‌ها یک ریزنمونه خوب برای فرایند انتقال ژن می‌باشد. غلظت پنج میلی‌گرم بر لیتر هیگرومایسین بهترین محیط انتخابی برای شاخه‌های تراریخته شناخته شد. غلظت چهار میلی‌لیتر از کشت شبانه باکتری در 25‌میلی‌لیتر محیط کشت مایع و مدت‌زمان 72‌ساعت کشت مشترک شرایط مناسب را برای انتقال ژن فراهم کرد. استفاده از استوسرینگون بر نتایج بی‌تأثیر بود. پس از کشت مشترک، شاخه‌زایی ریزنمونه‌ها روی محیط کشت انتخابی، ریشه‌زایی، سازگاری و انتقال به گلخانه انجام شد. آزمون هیستوشیمیایی gus در مرحله قبل از ریشه‌زایی بیان ژن gus را تأیید نمود. پس از انتقال گیاهچه‌‌ها به گلخانه تأیید حضور ژن gus با استفاده از واکنش زنجیره‌ای پلیمراز(PCR) روی نمونه‌های برگی انجام شد. امید است، نتایج این پژوهش برای اصلاح عدس از طریق مهندسی ژنتیک و همچنین استفاده از عدس به‌عنوان میزبان برای تولید ترکیبات دارویی مفید واقع شود.

کلیدواژه‌ها

• باززایی
• ژن gus
• عدس (Lens culinaris Medik.)
• گیاه تراریخته
• مهندسی ژنتیک

---

مراجع

1. Akcay, U.C., Mahmoudian, M., Kamci, H., Yucel, M., and Oktem, H.A. 2009. Agrobacterium tumefaciens-mediated genetic transformation of a recalcitrant grain legume, lentil (Lens culinaris Medik). Plant Cell Report 28: 407-417.

2. Bohra, A., Pandey, M.K., Jha, U.C., Singh, B., Singh, I.P., Datta, D., Chaturvedi, S.K., Nadarajan, N., and Varshney, R.K. 2014. Genomics-assisted breeding in four major pulse crops of developing countries: present status and prospects. Theoretical and Applied Genetics 127: 1263-1291.

3. Chowrira, G.M., Akella, V., and Lurquin, P.F. 1995. Electroporation-mediated gene transfer into intact nodal meristems in planta. Generating transgenic plants without in vitro tissue culture. Molecular Biotechnology 3: 17-23.

4. Gulati, A., Schryer, P., and McHughen, A. 2001. Regeneration and micrografting of lentil shoots. In vitro Cellular and Development Biology 37: 798-802.

5. Gulati, A. , Schryer, P., and Mchughen, A. 2002. Production of fertile transgenic lentil (Lens culinaris Medik.) plants using particle bombardment. In vitro Cellular and Development Biology-Plant 38: 316-324.

6. Hay, I., Lachance, D.A., Von Aderkas, P., and Charest, P.J. 1994. Ransient chimeric gene expression in pollen of five conifer species following microparticle bombardment. Canadian Journal of Forest Research 24(12): 2417-2423.

7. Khatib, F., Makris, A., Yamaguchi-Shinozaki, K., Kumar, S., Sarker, A., Eroskine, W., and Baum, M. 2011. Expression of the DREB1A gene in lentil (Lens culinaris Medik. subspculinaris) transformed with the Agrobacterium system.Crop Pasture Science 62: 488-495.

8. Kumar, S.K., Barpete, S., Kumar, J., Gupta, P., and Sarker, A. 2013. Global lentil production: constraints and strategies. SATSAMukhapatra. Annual Review of Information Science and Technology 17: 1-13.

9. Maccarrone, M., Veldink, GA., Finazzi, A.A., and Vliegenthart, J.F. 1995. Lentil root protoplasts: a transient expression system suitable for coelectroporation of monoclonal antibodies and plasmid molecules. Biochimicaet Biophysica Acta 1243: 136-142.

10. Mahmoudian, M., Yucel, M., and Oktem, H.A. 2002. Transformation of lentil (Lens culinaris Medik.) cotyledonary nodes by vacuum infiltration of Agrobacterium tumefaciens. Plant Molecular Biology Reports 20: 251-257.

11. Öktem, H.A., Mahmoudian, M., Eyidoðan, F., and Yücel, M. 1999. Gus gene delivery and expression in lentil cotyledonary nodes using particle bombardment. Lens Newsletter 26: 3-6.

12. Porebski S., Bailey L.G., and Baum, B.R. 1997. Modification of a CTAB DNA extraction protocol for plants containing high polysaccharide and polyphenol components. Plant Molecular Biology Reporter 15: 8-15.

13. Rajendran, S.K., Kumar, J., Hamwieh, A., and Baum, M. 2015. Current knowledge in lentil genomics and its application for crop improvement. Front Plant Science 6: 78-90.

14. Sarker, R.H. ,Biswas, A. , Mustafa, B.M. ,Mahbub, S., and Hoque, M.I. 2003. Agrobacterium-mediated transformation of lentil. Plant Tissue Culture 13: 1-12.

15. Sheikholeslam, S.N., and Weeks, D.P. 1987. Acetosyringone promotes high efficiency transformation of Arabidopsis thaliana explants by Agrobacterium tumefaciens. Plant Molecular Biology 8: 291-308.

16. Warkentin, T.D., and McHughen, A. 1993. Regeneration from lentil cotyledonary nodes and potential of this explant for transformation by Agrobacterium tumefaciens. Lens Newsletter 20: 26-28.

17. Zaker Tavallaie, F., Ghareyazie, B., Bagheri, A., and Sharma, K.K. 2011. Lentil regeneration from cotyledone explant bearing a small part of the embryo axis. Plant Tissue Culture and Biotechnology 21: 169-180.