کالوس‌زایی و باززایی از لوبیا ((Phaseolus vulgaris L.با استفاده از ریزنمونه لایه نازک سلولی

نوع مقاله : مقالات پژوهشی

نویسندگان

• عاطفه بخشیان
• خدیجه باقری

گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی دانشگاه زنجان

10.22067/ijpr.v10i2.62582

چکیده

چالش بزرگ جهت استفاده از انتقال ژن برای اصلاح لوبیا، عدم وجود دستورالعمل بهینه باززایی است. در این تحقیق دو آزمایش برای بررسی کالوس‌زایی و باززایی لوبیا مورد بررسی قرار گرفت. در آزمایش اول، ریزنمونه­های محور جنینی شش رقم گلی، ناز، ازنا، لاین4، لاین8 و الیگودرز لوبیا جدا شده و در سه تیمار تنظیم‌کننده رشد گیاهی شامل ترکیب 11میکرومولBAP و 57/0میکرومولIAA، ترکیب 4/44میکرومولBAP و 27/2میکرومولTDZ و 4/44میکرومولBAP کشت شدند. صددرصد کالوس‌زایی در تیمار دوم در رقم­های ناز، ازنا، لاین8 و الیگودرز و در تیمار سوم در تمامی رقم­ها به جز لاین4 به‌دست آمد. کالوس­ها در این آزمایش قادر به باززایی نشدند. در آزمایش دوم، بذور در دو پیش­تیمار صفر‌میکرومولTDZو 10میکرومولTDZ جوانه زده و بعد از 14روز، ریزنمونه­های لایه­ نازک سلولی عرضی به ضخامت 5/0-3/0میلی‌متر از اپی­کوتیل جدا و به محیطMSB5 با تیمارهای 10میکرومولTDZ و 10میکرومولBAP انتقال یافتند. صددرصد کالوس­زایی با پیش­تیمار 10میکرومولTDZ و تیمار 10میکرومولBAP و 10میکرومولTDZ در لاین4 و الیگودرز به‌دست آمد. بیشترین میزان باززایی (77درصد) با تیمار 10میکرومولTDZ در ارقام ناز، ازنا، لاین8 و الیگودرز به‌دست آمد. نتایج نشان داد که ریزنمونه لایه نازک سلولی تحت تأثیر تنظیم‌کننده‌های رشدTDZ وBAP بهتر از ریزنمونه محور جنینی قادر به باززایی می باشد. همچنین تنظیم‌کننده رشدTDZ برای باززایی لوبیا مؤثرتر ازBAP است. تأثیر پیش‌تیمار باTDZ نیز متغیر و وابسته به ژنوتیپ است.
 

کلیدواژه‌ها

• باززایی
• کالوس‌زایی
• لایه‌ سلولی نازک لوبیا
• محور جنینی

---

مراجع

1. Angenon, G., and Thu, T. 2011. Genetic Transformation. In: A. Pratap and J. Kumar (Eds). Biology and Breeding of Food Legumes. CABI., UK, p. 178-192.

2. Capelle, S.C., Mok, D.W., Kirchner, S.C., and Mok, M.C. 1983. Effects of thidiazuron on cytokinin autonomy and the metabolism of N6-(Δ2-Isopentenyl)[8-14C] adenosine in callus tissues of Phaseolus lunatus L. Plant Physiology 73(3): 796-802.

3. Castillo, B.M., Rodríguez de la O, J.L., Gallardo, J.O.M and Iturriaga, G. 2015. In vitro plants of common bean (Phaseolus vulgaris L.) obtained by direct organogenesis. Journal of Agricultural Science 7(11): 169-179.

4. 4. Collado, R., Veitia, N., Bermudez-Caraballoso, I., Garcia, L., Torres, D., Romero, C., Lorenzo, J.R., and Angenon, G. 2013. Efficient in vitro plant regeneration via indirect organogenesis for different common bean cultivars. Scientia Horticulturae 153: 109-116.

5. 5. De Carvalho, M.H.C., Van Le, B., Zuily-Fodil, Y., Thi, A.T.P., and Van, K.T.T. 2000. Efficient whole plant regeneration of common bean (Phaseolus vulgaris) using thin-cell-layer culture and silver nitrate. Plant Science 159(2): 223-232.

6. 6. De Clercq, J., Zambre, M., Van Montagu, M., Dillen, W., and Angenon, G. 2002. An optimized Agrobacterium-mediated transformation procedure for Phaseolus acutifolius Gray. Plant Cell Reports 21(4): 333-340.

7. 7. Dillen, W., De Clercq, J., Goossens, A., Van Montagu, M., and Angenon, G. 1997. Agrobacterium-mediated transformation of Phaseolus acutifolius Gray. Theoretical and Applied Genetics 94(2): 151-158.

8. Estrada-Navarrete, G., Alvarado-Affantranger, X., Olivares, J., Guille´n, G., Dı´az-Camino, C., Campos, F., Quinto, C., Gresshoff, P.M., and Sanchez, F. 2007. Fast, efficient and reproducible genetictransformation of Phaseolus spp. by agrobacterium rhizogenes. Nature Protocols 2(7): 1819-1824.

9. 9. Gamborg, O.L.C., Miller, R.A., and Ojima, K. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Experimental Cell Research 50(1): 151-158.

10. 1 Lakshmanan, P., Loh, C.S., and Goh, C.J. 1995. An in vitro method for rapid regeneration of a monopodial orchid hybrid Aranda Deborah using thin section culture. Plant Cell Reports 14(8): 510-514.

11. 11. Malik, K.A., and Saxena, P.K. 1992. Regeneration in Phaseolus vulgaris: High-frequency induction of direct shoot formation in intact seedlings by N6-benzylaminopurine and thidiazuron. Planta 186(3): 384-389.

12. Ministry of Agriculture Jahad. 2016. Amarnameh Keshavarzi. Available at web site http://amar.maj.ir/Portal/Home/Default.aspx?CategoryID=117564e0-507c-4565-9659fbabfb4acb9b. (In Persian).

13. 13. Mukeshimana, G., Ma, Y., Walworth, A.E., Song, G., and Kelly, J.D. 2013. Factors influencing regeneration and Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of common bean (Phaseolus vulgaris L.). Plant Biotechnology Reports 7(1): 59-70.

14. 14. Murashige, T. and Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum 15(3): 473-497.

15. 15. Nhut, D.T., Van Le, B., Tanaka, M., and Van, K.T.T. 2001. Shoot induction and plant regeneration from receptacle tissues of Lilium longiflorum. Scientia Horticulturae 87(1): 131-138.

16. 16. Sabzikar, R., Sticklen, M.B., and Kelly, J.D. 2010. In vitro regeneration and morphogenesis studies in common bean. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 100(1): 97-105.

17. 17. Thomas, J.C., and Katterman, F.R. 1986. Cytokinin activity induced by thidiazuron. Plant Physiology 81(2): 681-683.

18. 18. Van K, T.T. 1980. Control of morphogenesis by inherent and exogenously applied factors in thin cell layers [Plants, de novo buds, roots]. International Review of Cytology 32: 291-311.

19.Van, K.T.T., Lie-Schricke, H., Marcotte, J., and Trinh, T. 1986. Winged bean [Psophocarpus tetragonolobus (L.) DC.]. In: Y.P.S. Bajaj (Ed). Biotechnology in Agriculture and Forestry Vol. 2. Crop I. Springer-Verlag, Berlin, p. 556-567.

20.Van Le, B., Jeanneau, M., Sadik, S., Tu, S., Vidal, J., and Van, K.T.T. 1998. Rapid plant regeneration on a C4 dicot species: Amaranthus edulis. Plant Science 132(1): 145-154.

21.Veltcheva, M., Svetleva, D., Petkova, S., and Perl, A. 2005. In vitro regeneration and genetic transformation of common bean (Phaseolus vulgaris L.) problems and progress. Scientia Horticulturae 107(1): 2-10.

22. Zambre, M., Goossens, A., Cardona, C., Van Montagu, M., Terryn, N., and Angenon, G. 2005. A reproducible genetic transformation system for cultivated Phaseolus acutifolius (tepary bean) and its use to assess the role of arcelins in resistance to the mexican bean weevil. Theoretical and Applied Genetics 110(5): 914-924.

22.